Нажмите "Enter", чтобы перейти к контенту

Лечение цельной крови рибофлавином и ультрафиолетом: воздействие на жизнеспособность паразитов малярии и хранение цельной крови

Treatment of Whole Blood With Riboflavin and UV Light: Impact on Malaria Parasite Viability and Whole Blood Storage
Источник: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4498649/

Справочная информация. Страны Африки к югу от Сахары используют целую кровь (ВБ) для лечения тяжелой анемии, вторичной по отношению к тяжелой потере крови или малярии, в чрезвычайной ситуации. Во многих районах с высокой распространенностью агентов, передающих переливание крови, меры по обеспечению безопасности крови недостаточны. Технология снижения патогенов, применяемая к WB, может значительно улучшить безопасность крови. Методы: цельная кровь из 40 различных доноров обрабатывалась рибофлавином и ультрафиолетовым светом (технология снижения патогенов), чтобы инактивировать репликацию паразитов малярии. Степень инактивации паразитов определяли с использованием методов количественной полимеразной цепной реакции и коррелировали с исследованиями, оценивающими репликацию паразитов малярии в культуре. Продукты также хранили в течение 21 дня при температуре + 4 ° C и контролировали качество ячейки во время хранения. Результаты: амплифон плазмодия присутствовал в 21 образце (> 100 копий / мл), сомнительно в четырех (10-100 геномных эквивалентов [gEq] / mL) и отрицательном в 15 U. Большинство бессимптомных паразитемических доноров имели низкие уровни паразитов, с шестью донорами выше 5000 копий / мл (15%). После обработки рибофлавином и ультрафиолетовым светом эти шесть образцов продемонстрировали уменьшение в 0,5-1,2 log в количественном усилении полимеразной цепной реакции. Это коррелирует с равными или большими, чем 6,4 log сокращениями инфекционности. В обработанных единицах WB параметры качества ячейки оставались стабильными; однако плазменный гемоглобин увеличивался до 0,15 г / дл. Все маркеры ведут себя аналогично опубликованным данным для сохраненного, необработанного WB. Выводы. Лечение технологий лечения патогенов может инактивировать малярийные паразиты в ВБ, сохраняя при этом адекватное качество крови во время послеоперационного холодного хранения в течение 21 дня.

Переливание крови в Африке к югу от Сахары (SSA) страдает от хронической нехватки крови, дефицитных ресурсов и высокой распространенности инфекционных агентов, передаваемых путем переливания. Хотя рутинное использование серологического тестирования может ограничить риск передачи вируса иммунодефицита человека, вируса гепатита B, вируса гепатита С и сифилиса, то же самое нельзя сказать о малярии. Скрининг единиц крови для малярии страдает либо плохой чувствительностью к микроскопии и антигенным тестированием, либо высокими издержками, связанными с геномным детекцией (1,2). Таким образом, в SSA трансфузионная малярия является частым и клинически значимым, особенно у маленьких детей и беременных женщин.

Недавние данные показали, что при тестировании с анализом чувствительной полимеразной цепной реакции (ПЦР) более 50% донорской крови от здоровых доноров содержали паразиты (1) по сравнению с 3% традиционными микроскопическими методами. Было также показано, что непаразитемические реципиенты паразитемической цельной крови (ВБ) были инфицированы донорским паразитом примерно в 40% случаев независимо от нагрузки паразита или уровня антитела к видам Plasmodium у пациента (1). У детей с паразито-наивным, полуиммунными маленькими детьми и беременными женщинами наибольший риск развития заболеваемости малярийной инфекцией передается путем переливания (3).

Технология восстановления патогенов (PRT) с использованием рибофлавина в качестве фотосенсибилизатора в сочетании с устройством для ультрафиолетового освещения (система Mirasol для цельной крови, Terumo BCT, Lakewood, Colo) сосредоточена на снижении инфекционности патогенов, передающихся через кровь, из пожертвованных продуктов WB. Этот продукт PRT нетоксичен и не мутагенен, а компоненты, обработанные рибофлавином и ультрафиолетовым излучением, оказались безопасными для реципиентов переливания, а также для тех, кто обращается с продуктами крови (4). При добавлении к блоку WB молекулы рибофлавина могут связываться с нуклеиновыми кислотами (как РНК, так и ДНК) вирусов, бактерий, лейкоцитов (WBC) и паразитов (5). Воздействие УФ-излучения затем активирует рибофлавин, индуцируя химическое изменение функциональных групп нуклеиновых кислот (прежде всего гуаниновых оснований), уменьшая способность патогена успешно реплицировать (5).

Предыдущая работа, выполненная с использованием этой технологии PRT, показала способность процесса инактивировать WBC (6,7) и уменьшить паразиты (8-10) и вирусы (6,11,12) в единицах WB. Предварительные исследования, изучающие эффективность метода рибофлавина и ультрафиолетового света в WB с шипами Plasmodium falciparum, явно показали геномное повреждение и ингибирование репликации паразитов, что свидетельствует о различной потенциальной клинической пользе этого метода PRT (10).

Цель этого исследования была в 3 раза: сначала подтвердить способность процесса рибофлавина и ультрафиолетового света инактивировать паразиты малярии в ВБ, собранные в гиперэндемической области, измеренные количественной ПЦР (qPCR), во-вторых, чтобы измерить снижение инфекционности лабораторно-адаптированного штамма P. falciparum с использованием модели культивирования in vitro после лечения и третьего для определения характеристик обработанного WB после хранения до 21 дня при 4 ° C.

Все обработки с рибофлавином и ультрафиолетовым излучением проводились при уровнях энергии 80 Дж / млRBC после добавления 35 мл 500 мкМ рибофлавина (6,2 мг) раствора в 0,9% физиологическом растворе к единицам WB. Оборудование и обучение, необходимые для лечения рибофлавином и ультрафиолетовым излучением, были предоставлены Terumo BCT. Детали лечения представлены в El Chaar et al. (10).

Единицы цельной крови были собраны в CPD (комплект для набора пациентов с искусственным интеллектом Terumo CP / P3: PB3AG456M8B) либо в клинике доноров Komfo Anokye (KATH) в больнице для семейных доноров, либо из мобильных сборов (добровольцев-доноров) в окрестностях Кумаси. Время сбора крови, определяемое как время, когда игла попала в вену донора, было отмечено для каждой единицы. Единицы крови были помечены этикетками «Не для использования человеком» сразу после сбора. Как единицы, собранные в больнице, так и через мобильную сборку, были доставлены в отделение для трансфузионной медицины (TMU) в лабораториях KATH в изотермическом контейнере с прохладными упаковками, а по прибытии единицы либо немедленно обрабатывались, либо хранили в течение ночи при 4 ° C до тех пор, пока лечение. Обработка с помощью системы Mirasol PRT произошла в течение 24 часов после сбора.

Целую кровь в сумке для освещения взвешивали и проверяли на принятой защитной полосе от 558 до 651 г. Раствор рибофлавина добавляли в просветный мешок через стерильное соединение. После переноса раствора рибофлавина избыточный воздух в мешке аккуратно удалялся. Целую кровь и рибофлавин осторожно перемешивали до получения гомогенного раствора. Объем освещенности мишени составлял от 493 до 603 мл (который включал 450 ± 45 мл WB, 63 ± 5 мл CPD и 35 ± 5 мл рибофлавина). Единица была исключена, если она превысила спецификации изготовителя для объема обработки. Перед обработкой образец мешка соединяли со впускной линией для асептического удаления образца 1 мл, чтобы определить гематокрит прелюминации. Эти образцы центрифугировали в центрифуге ZIPocrit (LW Scientific, Atlanta, Ga) в течение 5 мин, и значение было записано. Блок WB снова взвешивался для определения конечного веса освещения.

Предварительная обработка и посттерапия (дни 0, 7, 14, 21). Образцы WB были асептически удалены из продуктов и оценены для газов крови (система iSTAT с картриджами CG4 + и EC4 +, Abbott Laboratories, Abbott Park, Ill), плазменным гемоглобином (плазма / низкая Hb System, Hemocue, Ängelholm Sweden) и полный анализ крови (KX21-N Автоматический гематологический анализатор, Sysmex America Inc., Lincolnshire, Ill). Совместимость кросс-матчей была подтверждена с использованием теста Coombs.

Анализ ингибирования ПЦР-амплификации и лечения образцов ВБ проводился в учреждениях ТМК КАТХ, в больнице на 1200 мест, расположенной в Кумаси, Гана. В эту лабораторию входили инструмент PCR (qPCR) в реальном времени (MX3000, Agilent, La Jolla, CA) и отдельная комната с ламинарным вытяжным потолком, где можно было проводить обработку образцов и экстракцию нуклеиновой кислотой.

Обучение и надзор за методологией ПЦР были предоставлены Ж.-П.А. и G.F. из Университета Кембриджа, Великобритания.

Праймеры, используемые в исследовании, описаны Rougemont et al. (13). Две консервативные области эквивалентов генома P. falciparum (gEq) амплифицировали, как сообщалось ранее (10,13,14). Специфические для природы праймеры (Sigma-Aldrich, St. Louis, Mo) также были разработаны для использования во вложенной ПЦР, как описано Freimanis et al. (1), по одному против P. falciparum, Plasmodium vivax, Plasmodium malariae и Plasmodium ovale.

Все образцы сначала тестировались в двух экземплярах с помощью qPCR. Были подсчитаны только образцы, которые продемонстрировали положительный результат с обоими репликами для родственных праймеров. Количественное определение амплификатора 18S рРНК проводили, как описано выше (1), используя первый международный стандарт ВОЗ для ДНК P. falciparum (NIBSC, код 04/176), соответствующим образом разведенный для построения контрольной кривой.

Олигонуклеотидные праймеры для вложенного ПЦР-анализа были получены у Sigma-Aldrich и сконструированы на основе рибосомных РНК-генов Plasmodium с малой субъединицей (14). Вложенную ПЦР выполняли, как описано Freimanis et al. (1). Праймеры, используемые для анализа, описаны El Chaar et al. (10) и специфичны для мтДНК.

Исследования жизнеспособности плазмодия falciparum были проведены в лаборатории доктора Кристин Олвер в Университете штата Колорадо, Форт-Коллинз, Коло. Лечение этих единиц использовало масштабированный процесс, чтобы сконцентрировать P. falciparum. Каждый блок состоял из 210 мл WB, 16 мл раствора рибофлавина и 10 мл инфицированных P. falciparum эритроцитов. Из-за меньшего объема единицы получили эквивалентную энергетическую дозу 68 Дж / млRBC. Все остальные параметры остались прежними. P. falciparum непрерывно культивировали в эритроцитах человека A + (эритроциты) (первоначально из репозитория MR4, www.mr4.org, 3D7 штамма).

Объем 1 мл объема упакованных эритроцитов с по меньшей мере 1% паразитемией культивировали в течение 2 дней в 50 мл (2% гематокрита) RPMI 1640 полной среды (CM) (RPMI, Gibco Life Technologies, Grand Island, New York), дополненной HEPES , глютамина, гентамицина, бикарбоната натрия и 10% человеческой AB-сыворотки (Gibco Life Technologies, Grand Island, New York) в каждой из шести колб 75 см2. На третий день колбы центрифугировали, и отработанную среду удаляли. Образцы ресуспендировали в КМ до гематокрита 50%. Паразитемию определяли, используя ручной подсчет тонких мазков. Прививка P. falciparum в блок WB дала теоретическую окончательную паразитемию от 0,5% до 0,6%. Аликвоту из 20 мл крови удаляли из блока для определения титра для предварительной обработки. После обработки 20 мл аликвоты крови удаляли из блока для определения титра после обработки.

Для необработанных образцов четырехугольные лунки микротитровальной пластины культивировали с использованием 10-кратных разведений (в неинфицированных клетках), начиная с 100 разведения (через 10-10). Уэллс проверяли на наличие паразита с использованием толстых мазков каждые 2 дня до 24 дней. 50% -ное изменение медиа (100 мкл) проводилось через день. Свежие клетки добавляли в любые лунки с отрицательным паразитом в день 12. Одна колба (75 см2), содержащая 2,5 мл WB из необработанной единицы, скорректированная в CM на гематокрит 2%, культивировали для обеспечения роста и расширения паразита ,

Для обработанных образцов четыре колбы объемом 75 см2, содержащие неразбавленные упакованные клетки из обработанного образца, культивировали на гематокрите 2%. Дополнительные четыре колбы объемом 75 см2, содержащие разведение 1:10 (в упакованные, неинфицированные клетки) упакованных клеток из обработанного образца, также культивировали при гематокрите 2%. Паразитемию проверяли с использованием тонких и толстых мазков каждые 2 дня до 24 дня. Свежую среду добавляли каждые 2 дня. На 12-й день добавляли объем свежих клеток, равный объему исходной культуры.

ID50 рассчитывали как для образцов предварительной обработки, так и для последующей обработки с использованием метода Спирмана-Карбера. Сокращение логарифма определяли с помощью уравнения для коэффициента редукции (РФ):

где V1 — объем исходного (входного) материала; T1, концентрация паразитов в исходном материале; V2, объем материала после подачи энергии ультрафиолетового излучения; T2, концентрация паразита после доставки энергии ультрафиолетового излучения.

В исследование были включены 26 единиц ВБ, собранных в ДСП от добровольцев без вознаграждения (15) или семейных (15) доноров крови в период с 10 по 21 ноября 2013 года. Возраст доноров составлял от 17 до 45 лет (медиана — 22 года). Одиннадцать были женщинами, а 15 были мужчинами. В конечном счете две единицы были исключены из анализа, поскольку они не соответствовали критериям включения исследования. У 24 оставшихся единиц была средняя масса сбора 572 ± 23 г и, после переноса единиц в просветные мешки и добавления 35 мл рибофлавина, средний вес предварительной обработки составил 626 ± 19 г. Во время интервала между сбором и начальным тестированием единицы либо обрабатывали по прибытии в KATH, либо выдерживали в течение ночи при 4 ° C в течение среднего времени 2 часа 20 минут (диапазон, 1-22 часа). Из-за логистики обработки, в конечном итоге только 2 U хранились в течение ночи при 4 ° C до PRT, хотя все единицы, собранные за пределами больницы, изначально планировались для ночлега.

Процесс рибофлавина и УФ-обработки был проведен в KATH с учёными, обученными этому процессу персоналом Terumo BCT (S.W. и S.D.K.).

Образцы подвергали воздействию УФ-излучения в соответствии со способами, описанными ранее, при 80 Дж / млRBC (10). После освещения обработанный блок WB удаляли из осветителя, и образец для последующей обработки 10 мл удаляли для тестирования in vitro. Этот блок немедленно хранили при 4 ± 2 ° C при минимальном воздействии окружающего света и без помех.

Обработанные рибофлавином и УФ-обработанными единицами крови были повторно отобраны для тестирования in vitro для полного анализа крови, рН, калия и плазменного гемоглобина и тестирования кросс-матчей в дни 7, 14 и 21 хранения.

В 40 U WB, испытанном в KATH с помощью qPCR, амплизон Plasmodium явно присутствовал в 21 образце (50%), сомнительно в четырех (10%, где паразитемия <100 гEq / мл) и 15 (40%) были отрицательными. Это распределение (53% паразитемическое) полностью совместимо с тем, что ранее было обнаружено в той же популяции доноров (1). Неудивительно, что микроскопия была положительной только у 3 из 40 U (7,5%), включая 2 U с самой высокой паразитемией в соответствии с результатами qPCR. Как описано выше, P. falciparum был доминирующим (14/20); Также наблюдались P. malariae (6/20) и P. ovale (2/20), часто связанные с P. falciparum (5/6 P. malariae и один из двух P. ovale) (1).

Распределение паразитемии показано на рисунке 1. Большинство паразитемических доноров имели уровни от 10 до 1000 гEq / мл, и только шесть были более 5000 гEq / мл. Предел количественной оценки для анализа qPCR таков, что его можно применять только к образцам, содержащим более 5000 гEq / мл. В результате только образцы из блока 4: 3 × 104; блок 19: 5,7 × 103; блок 22: 4,5 × 103; блок 29: 3,5 × 105; блок 31: 5,2 × 105; и блок 35: 5,0 × 104 может быть оценен с помощью анализа. Результаты, показанные в таблице 1, обычно воспроизводимы через 6 ед., Обработанных энергией 80 Дж / мл. Логарифмическое ингибирование ампликона 2 -166-парной пары (bp), самого длинного ампликона, варьировалось от 0,49 до 1,23 (в среднем 0,78). Логарифмическое ингибирование усиления увеличивалось по мере увеличения размера ампликона, как и ожидалось, и как сообщалось ранее (16-19). В 3 U, дополнительно обработанный до 120 Дж / млRBC, уровень ингибирования лога не заметно увеличивался (данные не показаны).

Ампликонное ингибирование в шести единицах WB высокой паразитемии

Распределение уровней плазмодия gEq у доноров крови KATH.

Результаты четырех повторных экспериментов показаны в таблице 2. Каждый набор образцов показал, что лечение Mirasol заметно уменьшало рост паразитов P. falciparum по сравнению с необработанными контрольными средствами. Среднее уменьшение логарифма для лечения Mirasol составляло 6,4 log или более.

Результаты изучения культуры паразитемии в обработанных и необработанных единицах WB

Все 24 оцениваемые единицы были испытаны на наличие нескольких параметров до и после добавления рибофлавина с последующим УФ-освещением при 80 Дж / млRBC на единицу и хранили при 4 ± 2 ° С в течение 21 дня. Контрольные блоки WB не хранили и не тестировались параллельно, чтобы избежать истощения запаса крови TMU для лечения пациентов. В таблице 3 представлена ​​сводка собранных данных. Во-первых, влияние добавления рибофлавина, перенос в мешок для освещения и освещение при 80 Дж / мл РВС было исследовано путем сравнения T-pre (перед освещением) и T-post (после освещения). Добавление 35 мл рибофлавина вызывало небольшое разведение единиц ВБ, что отражается как статистически значимое снижение гематокрита, уровня гемоглобина, количества эритроцитов, концентрации глюкозы и рН (таблица 3). Эта процедура не вызывала немедленного гемолиза, поскольку уровень гемоглобина в плазме был идентичным до- и после-PRT.

Влияние рибофлавина и ультрафиолетового излучения и 21-дневное время хранения на 24 U WB

Влияние хранения на обработанный WB в течение 21 дня при 4 ° C ± 2 ° C было исследовано путем сравнения данных между единицами WB сразу после PRT на T-post и в 21 день хранения. Подробные данные о качестве клеток можно найти в таблице 3. Чтобы обеспечить полную доступность компонентов ВБ и крови для клинического использования в течение 12-дневного периода ввода в исследование хранилища ВБ, никаких блоков управления не было включено, и были сделаны сравнения с опубликованными данных (Таблица 4).

Сравнение биологических маркеров в концентратах WB и RBC при хранении при + 4 ° C

Было отмечено низкое, но значительное количество гемолиза, о чем свидетельствует постепенное увеличение гемоглобина плазмы с течением времени, достигающее в среднем 0,06 ± 0,04 г / дл на 21 день хранения (таблица 3). Коэффициент разбавления существенно не влиял на количество лейкоцитов или количество тромбоцитов, но при более чем 21 день хранения оба показателя количества клеток значительно снижались (P <0,001, таблица 3). В конечном счете, все подразделения соответствовали рекомендациям Совета Европы по послереагированию и после 21 дня (рН> 6,2, гемолиз <0,8%, общий гемоглобин> 45 г / у и кросс-мат, совместимый с аллогенной плазмой).

Хранение значительно повлияло на уровни рН и электролита: умеренное подкисление и снижение уровней Na +, но значительное увеличение уровней K +. Уровни глюкозы значительно снижались с течением времени, тогда как лактат увеличивался параллельно с уровнями калия (таблица 3). Для калия и лактата большая часть роста наблюдалась после 7 дней хранения.

Уровни бикарбоната неуклонно снижались после WB PRT. Po2 оставался практически неизменным (значение P незначительно, таблица 3), хотя наблюдались большие вариации между единицами WB. Pco2 значительно увеличился во время хранения, также демонстрируя широкие различия между отдельными единицами.

Цель этого исследования состояла в том, чтобы подтвердить, что PRT может инактивировать паразиты малярии в WB, собранные в гиперэндемической области, как измерено qPCR, и сопоставить это с лабораторно-адаптированным штаммом P. falciparum с использованием модели культивирования in vitro после лечения , Наконец, исследование позволило определить характеристики качества RBC обработанного ВБ после 21 дня хранения при 4 ° С.

В то время как результаты qPCR показали сокращение на 1,2 журнала, а результаты культивирования дали равную или более 6.4 log-редукцию, важно помнить, что эти два метода измеряют разные конечные точки. Результаты qPCR дают только указание на повреждение ДНК небольшому целевому району в 2,316 п.н. из общего 23 Mb gEq (23), тогда как результат культуры измеряет инфективность организма. Таким образом, 1,2-логарифмическая редукция амплификации ампликона 2,316 п.о. соответствует тому, что 0,6 log-редукция в инфекционной способности P. falciparum равна или превышает 6.4 log.

Кроме того, результаты анализа ПЦР донорской крови из рутинных коллекций показывают, что 50% собранных продуктов были инфицированы паразитами малярии. Эти результаты согласуются с данными, полученными ранее (1). Аналогично, торможение амплификации qPCR, наблюдаемое для продуктов, собранных локально, согласуется с данными, ранее сообщаемыми для образцов, заполненных лабораторным адаптацией 3D7 P. falciparum (10).

Учитывая, что наблюдаемые уровни паразитемии, присутствующие в пожертвованных образцах в этом исследовании, не превышали 105 гEq / мл, следовало бы ожидать, что трансмиссивность паразитемии от инфицированных донорских единиц после лечения будет значительно сокращена.

Для того чтобы такой метод был эффективным, обработанное качество и функциональность устройства WB не должно подвергаться риску. Исследования токсикологии (4) и эффективности переливаемой крови на животных моделях кровоизлияния (24,25) показали способность обработанной крови поддерживать функциональные характеристики, не вызывая повышенной токсичности или побочных эффектов, связанных с переливанием. Настоящее исследование также контролировало 14 параметров для 24 U WB до и после PRT и последующие 21 день хранения в холодильнике.

Чтобы поддерживать полную доступность WB и компонентов крови для клинического использования в течение 12-дневного периода ввода в исследование хранения WB, никаких блоков управления не было включено, и были сделаны сравнения с опубликованными данными (таблица 4). Самое близкое сравнение заключалось в том, что группа из восьми единиц WB тестировалась на гематокрит, RBC, WBC и количество тромбоцитов; рН; и концентрации лактата и глюкозы (26). Количество гематокрита и эритроцитов оставалось стабильным в обеих группах, уровень рН снижался аналогично единицам, получаемым рибофлавином и УФ. В опубликованных данных количество WBC оставалось стабильным, но существенно уменьшилось в обработанном ВБ. Как в опубликованных нелеченных исследованиях ВБ, так и в настоящих результатах ПРБ, количество тромбоцитов уменьшалось по сравнению с хранением, но более заметно в лечении, чем в необработанном ВБ. Это сравнение показывает, что хотя количество WBC и тромбоцитов существенно не различалось до и после PRT (таблица 3), некоторые повреждения имели место у обоих типов клеток, что стало очевидным во время хранения. После 21 дня хранения уровень глюкозы снизился на 60% в необработанных единицах WB и 40% в ПРТ ВБ. Однако в исследовании Pidcoke et al. (20) снижение уровня глюкозы во время хранения было идентичным между восемью блоками управления и восемью обработанными WB (21).

В исследовании Latham et al. (21), 11 из 14 маркеров, указанных в настоящем исследовании, были описаны для 10 U WB, собранных в CPDA-1 (22). Как и в таблице 3, уровень гемоглобина, гематокрит, количество эритроцитов и концентрация Na + оставались стабильными (табл. 4). Гемолиз, отраженный в плазме гемоглобина, составил 0,2% по сравнению с 0,5% в настоящем исследовании. Количество лейкоцитов и концентрации калия и лактата были одинаковыми; глюкоза снизилась на 26% против 40% в данном исследовании. Уровни бикарбоната оставались стабильными, а не значительно снижались, а рН снижался на 2,4% вместо 4,6% (таблица 3). В отсутствие отдельных значений единиц ВБ статистическое сравнение не может быть выполнено, но за исключением уровней глюкозы и бикарбоната, большинство биологических маркеров WB, обработанных или необработанных, ведут себя сравнимо. Некоторые маркеры, контролируемые в обработанном WB, также сравнивались с концентратом красных клеток (RCC), как сообщалось Burger et al. (22). В 21 день хранения CPD RCC гемолиз составлял 0,1%, но рН снижался на 6,5%, лактат увеличивался в 4,8 раза, уровень глюкозы уменьшался на 27,5%, а уровень калия увеличился на 10%, что свидетельствует о том, что эритроциты немного лучше сохраняются в ВБ, чем в RCC (таблица 4).

Хотя ВБ является наиболее часто используемым продуктом крови в SSA, компоненты крови систематически производятся основными центрами крови, часто поддерживаемыми внешним финансированием. RCC запрашиваются для лечения тяжелой анемии, связанной с гемоглобинопатиями или педиатрической малярией; свежая замороженная плазма (FFP) часто используется в хирургии и акушерстве-гинекологии, а относительно недавняя доступность химиотерапии для лечения рака требует ограниченного питания концентратов тромбоцитов. Поэтому было бы важно изучить вопрос о том, можно ли БРТ ВБ дополнительно перерабатывать в компоненты и соответствовать общепринятым руководящим принципам качества. Ранее было показано, что 3 U WB, обработанный на уровне энергии 44 Дж / мл RBC, разделенных на RCC, 24 часа в сутки извлекает радиоактивно меченные эритроциты в диапазоне от 60% до 75% после 42 дней хранения (27). Энергия УФ-излучения была ниже (44 против 80 Дж / млRBC), но время хранения было в два раза длиннее, чем в настоящем исследовании (44 против 21 дня), предотвращая прямое сравнение. Исследования, проведенные с использованием образцов, обработанных при 80 Дж / млRBC, в настоящее время продолжаются в Соединенных Штатах в рамках исследования об иссле- довательском устройстве (исследование IMPROVE II, NCT01907906). Предварительные результаты показывают, что эритроциты, полученные из этих продуктов ВБ, соответствуют критериям приема пищи и лекарственного средства для восстановления РБК после 21 дня хранения (личное сообщение, написанное и устное, август 2014 года, R.P.G.).

В другом исследовании сравнивались факторы свертывания крови и функции тромбоцитов в обработанном PRT и необработанном WB сразу и в течение 21 дня хранения 4 ° C (20). Протромбиновое время, частичное тромбопластиновое время и тромбоэластографические ответы не были немедленно затронуты обработкой, но при 24 ч хранения время протромбина и частичный тромбопластиновый период увеличивались на 3 и 10 с соответственно. Уровни факторов свертывания крови (фибриноген, фактор V, фактор VIII, фактор Виллебранда, белок С и антитромбин III) не были немедленно затронуты PRT, но через 24 часа хранения уровень первых трех факторов снизился на 10% до 50%. Эти ограниченные данные свидетельствуют о том, что FFP готовят сразу же после того, как PRT может сохранить существенные способности к свертыванию крови.

Агрегация тромбоцитов с АДФ и активирующим тромбиновый рецептор пептидом умеренно влияла на рибофлавин + УФ и уменьшалась параллельно с контролем при охлаждении. Агрегация с коллагеном, антагонистом арахидоновой кислоты и высоким дозовым ристоцетином в течение дня не оказывала существенного влияния. Функциональные данные, добавленные к снижению количества тромбоцитов, свидетельствуют о том, что PRT WB влияет на тромбоциты и что холодное хранение быстро снижает их гемостатическую способность. Pidcoke et al. исследование изучало функцию WB через прочность тромба, используя тромбоэластографические измерения, и обнаружил, что образцы, которые были обработаны PRT, независимо от того, хранятся они в холодильнике или нет, оставались в пределах обычных субъективных ограничений на протяжении всего исследования (21 день) (20). Необходимо провести исследования для определения свойств как FFP, так и концентрата тромбоцитов, полученных сразу после WB PRT.

Представленные здесь результаты представляют собой первый отчет для инактивации паразитов малярии в пожертвованных продуктах WB с использованием рибофлавина и ультрафиолетового излучения при сохранении адекватных характеристик хранения клеток для хранения WB в течение 21 дня после лечения. Конечным критерием является изучение этих результатов in vivo, и эффективность обработанного продукта в настоящее время тестируется в клиническом исследовании в Гане, которое исследует, может ли лечение уменьшить трансмиссию, передаваемую через малярию (исследование AIMS, NCT02118428). Если доказанная эффективность в клинических условиях для предотвращения передачи малярии путем переливания, этот метод может обеспечить практический метод для значительного повышения текущих профилей безопасности крови для донорских продуктов крови в этом регионе (28).

Эта работа была поддержана грантом (W81XWH-09-2-0100) от Министерства обороны США.

R.P.G., S.D.K., S.W. и J.M.M. являются сотрудниками Terumo BCT, организации, занимающейся разработкой технологии снижения патогенов. J.-P.A., S.O.-O. и C.O. получили грант на поддержку от Terumo BCT.

Комментариев нет.

Добавить комментарий

Ваш e-mail не будет опубликован. Обязательные поля помечены *