Нажмите "Enter", чтобы перейти к контенту

Продвинутые конечные продукты Glycation индуцируют апоптоз в эндотелиальных клетках поджелудочной железы через NF-κB-активированную циклооксигеназу-2 / простагландин E2 Up-Regulations

Advanced Glycation End-Products Induce Apoptosis in Pancreatic Islet Endothelial Cells via NF-κB-Activated Cyclooxygenase-2/Prostaglandin E2 Up-Regulation
Источник: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4405342/

Конкурирующие интересы: авторы заявили, что конкурирующих интересов не существует.

Задуманные и разработанные эксперименты: SHL MLS. Выполняли эксперименты: KCL CYC CWK KHH CCW KST KTH MLS. Проанализированы данные: KCL CWK CYC. Используемые реагенты / материалы / инструменты анализа: SHL. Написал газету: KCL SHL.

Микрососудистые осложнения в конечном итоге затрагивают почти всех пациентов с диабетом. Продвинутые конечные продукты гликирования (AGE), возникающие в результате гипергликемии, представляют собой сложную и гетерогенную группу соединений, которые накапливаются в плазме и тканях у пациентов с диабетом. Они отвечают как за эндотелиальную дисфункцию, так и за диабетическую васкулопатию. Целью этого исследования было исследовать цитотоксичность ВОЗРАСТОВ на микрососудистых эндотелиальных клетках поджелудочной железы. Был исследован механизм, лежащий в основе апоптотического действия AGE в линии эндотелиальных клеток поджелудочной железы поджелудочной железы. Результаты показали, что AGE значительно уменьшают жизнеспособность клеток MS1 и индуцируют апоптоз клеток MS1 дозозависимым образом. АГЭ дозозависимо увеличивали экспрессию расщепленной каспазы-3 и расщепленной поли (ADP-рибозной) полимеразы в клетках MS1. Обработка клеток MS1 с помощью AGE также приводила к увеличению степени фосфорилирования ядерного фактора (NF) -κB-p65 и циклооксигеназы (COX) -2. Однако AGE не влияли на экспрессию связанных с стрессом молекул эндоплазматического ретикулума (ER) в клетках MS1. Предварительная обработка NS398 (ингибитор СОХ-2) для ингибирования образования простагландина E2 (PGE2) отменяет индукцию расщепленной жизнеспособности клеток Caspase-3, расщепленного PARP и MS1. Более того, AGE значительно увеличивали рецептор экспрессии белка AGE (RAGE) в клетках MS1, который можно было бы нейтрализовать нейтрализующим антителом RAGE. RAGE Нейтрализующее антитело также могло бы обратить вспять индукцию расщепленного каспазы-3 и расщепленного PARP и снижение жизнеспособности клеток, вызванных AGE. Эти результаты предполагают участие NF-κB-активированной регуляции COX-2 / PGE2 в AGE / RAGE-индуцированном апоптозе эндотелиальных островковых клеток и цитотоксичности. Эти данные могут дать представление о патологических процессах внутри микросциркуляции поджелудочной железы, вызванных накоплением AGE.

Все данные включены в рукопись.

Сахарный диабет (DM) — это многофакторное заболевание, характеризующееся гипергликемией и непереносимостью глюкозы из-за дефицита инсулина, нарушенной эффективностью действия инсулина или обоих [1]. Диабетические сосудистые осложнения делятся на две категории: макрососудистые и микрососудистые осложнения. Атеросклероз крупных сосудов связан с макрососудистыми заболеваниями при диабете, что приводит к заболеваниям коронарной артерии, инсульту и заболеваниям периферических сосудов [2]. Микрососудистые осложнения включают ретинопатию, нефропатию и невропатию, которые в конечном итоге затрагивают почти всех пациентов с диабетом [3]. Считается, что эндотелиальная дисфункция играет заметную роль в патогенезе диабетических сосудистых осложнений. Эти осложнения характеризуются изменениями в пролиферации, барьерной функции, адгезией циркулирующих клеток и чувствительностью к апоптозу [4-6]. Более того, доказательства показали, что апоптоз эндотелиальных клеток играет решающую роль в развитии ранних поражений в микроциркуляции у пациентов с диабетом [1, 7]. Повышенное производство активных форм кислорода приводит к окислительному стрессу, повреждению клеток и апоптозу при диабете [8-10]. В дополнение к роли реакционноспособных видов кислорода в недавних исследованиях была предпринята попытка идентифицировать роль воспалительных медиаторов при апоптозе эндотелиальных клеток во время диабета [1, 7]. В частности, активация циклооксигеназы-2 (СОХ-2) связана с высоким апоптозом эндотелиальных клеток с гипергликемией (гипергликемией) и регулируется сигналом ядерного фактора (NF) -кВ [11].

Гипергликемия является наиболее важным фактором риска, ответственным за развитие и прогрессирование диабетических сосудистых осложнений [3, 12]. Продвинутые конечные продукты гликирования (AGE), возникающие в результате гипергликемии, представляют собой сложную и гетерогенную группу соединений, которые накапливаются в плазме и тканях у пациентов с диабетом [13]. Они отвечают как за эндотелиальную дисфункцию, так и за диабетическую васкулопатию [14-17]. Взаимодействие между AGE и рецептором для AGE (RAGE) вызывает генерацию окислительного стресса в различных типах клеток, что приводит к воспалению сосудов, активации макрофагов и тромбоцитов и тромбозу, тем самым развитие и прогрессирование сосудистых осложнений при диабете [16, 18-20 ]. Это лигирование рецептора AGE активирует транскрипционный фактор NF-κB, что приводит к патологическим изменениям в экспрессии генов. Это вызывает образование воспалительных цитокинов и факторов роста, которые, в свою очередь, вызывают сосудистую патологию [8].

Несмотря на большое количество исследований, связанных с ДМ, которые были сосредоточены главным образом на органоспецифических эндотелиальных клетках или эндотелиальных клетках пупочной вены человека, эндотелий, возникающий из сосудов разных размеров и из разных анатомических компартментов, выражает различные фенотипические свойства [21, 22]. Островки поджелудочной железы являются одним из наиболее васкуляризированных органов и также подвержены влиянию диабета, сходного с сетчаткой, почкой и периферической нервной системой [23]. Для решения потенциальной патогенной роли ВОЗ в микрососудистых осложнениях диабета мы исследовали влияние ВОЗ на цитотоксичность и индукцию апоптоза в микрососудистых эндотелиальных клетках поджелудочной железы. Результаты нашего исследования дают важную информацию о роли воспалительной сигнализации, вызванной накоплением AGE, связанной с диабетическими микрососудистыми осложнениями в островках поджелудочной железы.

Santa-Cruz Biotechnology (Santa Cruz, CA), анти-COX-2, анти-поли (ADP-рибоза) полимераза (PARP), анти-GRP78, анти-GRP94, анти-RAGE и вторичные конъюгированные с пероксидазой хрена антитела, США). Анти-фосфо-p65, анти-каспаза-3, анти-IRE1, анти-PERK, анти-ATF-6, анти-каспаза-12, анти-фосфо-p38, анти-Bcl-2, анти-Bax и анти- CHOP антитела и нейтрализующее антитело RAGE были получены из технологии Cell Signaling (Danvers, MA, USA). NS398 был получен от корпорации Sigma-Aldrich (Сент-Луис, Миссури, США).

Подготовка AGE проводилась, как описано в нашем предыдущем исследовании [24]. Короче говоря, BSA инкубировали в стерильных условиях с D-глюкозой в 0,2 М фосфатном буфере (рН 7,4) при 37 ° C в течение 8 недель. После инкубации AGE подвергали диализу против забуференного фосфатом физиологического раствора в течение 24 часов для удаления несвязанных сахаров, а затем стерилизуют фильтрованием с использованием фильтра Millipore 0,22 мкм (Millipore, Billerica, MA, USA). AGE идентифицировали с использованием масс-спектрометрии MALDI-TOF / TOF (Bruker, Billerica, MA, USA), а уровни белка AGE измеряли с использованием метода анализа бицинхониновой кислоты.

Все эксперименты проводили с использованием линии эндотелиальных клеток поджелудочной железы поджелудочной железы MS1 (клетки Mile Sven 1), которая была приобретена в Американской коллекции типовых культур. Ячейки MS1 поддерживали и расширяли на блюдах культуры пластической ткани в модифицированной среде Иглль Дульбекко (DMEM, GIBCO, Life Technologies, Grand Island, NY, USA), pH 7,4, при 37 ° C в 5% CO2. Среда также содержала 4 мМ L-глутамина, 1,5 г / л бикарбоната натрия, 0,11 г / л пирувата натрия, 4,5 г / л глюкозы, 5% фетальной бычьей сыворотки и стандартных антибиотиков для культивирования тканей. Клетки субкультивировали с использованием трипсина-ЭДТА, когда клетки достигали 90% слияния примерно каждые 2-3 дня.

Желтая соль 3- (4,5-диметилтиазол-2-ил) -2,5-дифенилтетразолия (МТТ, Сигма-Олдрич) восстанавливается митохондриальной сукцинатдегидрогеназой в жизнеспособных клетках с образованием нерастворимых фиолетовых кристаллов формазана, которые растворимы в диметилсульфоксид. Клетки высевали в 96-луночные культуральные планшеты. Клетки обрабатывали AGE в течение 24 ч, а затем окрашивали МТТ (0,5 мг / мл) в течение 4 часов. Среды удаляли и полученные кристаллы формазана растворяли в 100 мкл диметилсульфоксида. Поглощение измеряли при 570 нм.

Клетки MS1 культивировали в 6-сантиметровых чашках. Клетки обрабатывали AGE в течение 24 ч, а затем оценивали апоптоз с использованием набора для обнаружения апоптоза V-FITC аннексина (Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ, USA). Клетки диссоциировали с помощью 0,05% трипсина / ЭДТА в течение 3 мин, а затем центрифугировали при 1000 об / мин в течение 5 мин и повторно суспендировали в 100 мкл 1X связывающего буфера и переносили в 5-мл флуоресцентно активированную клеточную сортировку (FACS). Затем добавляли 5 мкл аннексина V-FITC (конъюгированного с изотиоцианатом флуоресцеина) и 5 ​​мкл иодида пропидия (PI). После инкубации в течение 30 мин при комнатной температуре в темноте к каждой пробирке добавляли 400 мкл 1X связывающего буфера и образцы сразу анализировали с использованием проточного цитометра FACS.

Были получены полные клеточные лизаты. Равные количества белков (25 мкг на полосу) подвергали 10% -ному электрофорезу додецилсульфат-полиакриламид-гель натрия с последующим электропереносом на мембраны из поливинилидендифторида (Millipore Corporation, Bedford, MA, USA). Мембраны блокировали 5% обезжиренным порошкообразным молоком в 0,1% трис-буферном солевом растворе + Твин 20 в течение 1 часа и зондировали различными первичными антителами при 4 ° С в течение ночи. Затем мембраны трижды промывали 0,1% трис-буферным солевым раствором + Tween 20 и инкубировали со вторичными конъюгированными с пероксидазой хрена антителами при комнатной температуре в течение 1 часа. После трех промывок сигналы визуализировались с использованием усовершенствованной системы детектирования хемилюминесцентных реагентов в соответствии с протоколом производителя (Millipore Corporation).

Клетки MS1 культивировали в 6-сантиметровых чашках. Клетки предварительно инкубировали с 10 и 20 мкМ NS398 (ингибитор СОХ-2) в течение 30 мин, а затем обрабатывали АГЭ 200 мкг / мл в течение 24 часов. Культуру клеток собирали и замораживали при -80 ° С для измерения PGE2 в более позднее время. Уровни PGE2 (пг / мл) измеряли с помощью набора для иммуноферментного анализа PGE2 (Cayman Chemical, Ann Arbor, MI, USA), следуя стандартным протоколам, прилагаемым к набору. Уровни PGE2 были нормированы на количество клеточного белка, которому подвергались кондиционированные среды.

Результаты выражаются как средние ± SEM для по меньшей мере трех независимых экспериментов. Значительное отличие от соответствующих контролей для каждого экспериментального условия испытания оценивали с помощью одностороннего анализа дисперсии (ANOVA) и t-критерия с двумя хвостами Стьюдента. Значение р <0,05 считалось статистически значимым.

Клетки МС1 обрабатывали различными концентрациями AGE (25-200 мкг / мл) в течение 24 ч для изучения цитотоксического действия AGE. Жизнеспособность клеток MS1 была значительно снижена дозозависимым образом (фиг. 1A). Кроме того, клетки MS1 инкубировали с различными концентрациями AGE (25-200 мкг / мл) в течение 24 ч для изучения того, участвовал ли апоптоз в цитотоксичности, вызванной AGE. Воздействие AGE статистически достоверно увеличивало популяции ранних и поздних апоптозных клеток дозозависимым образом (рис. 1B). Аналогично, белковые выражения расщепленной каспазы-3 и расщепленного PARP в обработанных AGE клетках MS1 также были увеличены дозозависимым образом (фиг. 2). Эти результаты показали, что AGE индуцировали апоптоз в клетках MS1.

Клетки MS1 обрабатывали AGE (A, 25, 50, 100, 150 и 200 мкг / мл) и инкубировали в течение 24 часов. Бычий сывороточный альбумин (BSA, B, 200 мкг / мл) был как отрицательный контроль. Цитотоксичность анализировали с использованием анализа (А) 3- (4,5-диметилтиазол-2-ил) -2,5-дифенилтетразолиябромида (МТТ). Клеточный апоптоз измеряли с использованием аннексина V-флюоресцеин-изотиоцианата / пропидиум-связывающего анализа (B). Стауроспорин (200 мкМ) был как положительный контроль. Данные представлены как средство ± SEM из трех независимых экспериментов. * P <0,05 против BSA.

Клетки MS1 обрабатывали AGE (A, 25, 50, 100, 150 и 200 мкг / мл) в течение 24 часов. Бычий сывороточный альбумин (BSA, B, 200 мкг / мл) был как отрицательный контроль. Затем полный лизат клеток подвергали Вестерн-блот-анализу с использованием указанных антител (А). β-актин использовали в качестве внутреннего стандарта. Показан денситометрический анализ экспрессии белка (В). Данные представлены как средство ± SEM из трех независимых экспериментов. * P <0,05 против BSA.

Клетки MS1 обрабатывали AGE (25-200 мкг / мл) в течение 24 ч для изучения того, играл ли COX-2 роль в апоптозе, вызванном AGE. Клеточные лизаты подвергали Вестерн-блоттингу для фосфорилирования p65 и экспрессии белка COX-2. Как показано на фиг.3, AGE индуцировали p65 фосфорилирование и экспрессию белка COX-2 в клетках MS1 дозозависимым образом. Общая экспрессия белка p65 не была изменена в обработанных AGE клетках (фиг. 3A). Тем не менее, AGE не влияли на экспрессию белков, связанных с стрессовыми факторами эндоплазматического ретикулума (ER) (GRP78, GRP94, IRE1, PERK, ATF-6, каспаза-12 и CHOP) в клетках MS1 (фиг. 4).

Клетки MS1 обрабатывали AGE (A, 25, 50, 100, 150 и 200 мкг / мл) в течение 24 часов. Бычий сывороточный альбумин (BSA, B, 200 мкг / мл) был как отрицательный контроль. Затем полный лизат клеток подвергали Вестерн-блот-анализу с использованием указанных антител (А). β-актин использовали в качестве внутреннего стандарта. Показан денситометрический анализ экспрессии белка (В). Данные представлены как средство ± SEM из трех независимых экспериментов. * P <0,05 против BSA.

Клетки MS1 обрабатывали AGE (10-200 мкг / мл) в течение 24 часов. Бычий сывороточный альбумин (BSA, B, 200 мкг / мл) был как отрицательный контроль. Затем полный лизат клеток подвергали Вестерн-блот-анализу с использованием указанных антител. β-актин использовали в качестве внутреннего стандарта. Показанные результаты представляют собой три независимых эксперимента.

NS398 (ингибитор СОХ-2) использовали для подтверждения роли СОХ-2 в апоптозе клеток, индуцированных апостеризом МС1. Клетки MS1 предварительно обрабатывали 10 и 20 мкМ NS398 в течение 30 минут с последующим введением AGE (200 мкг / мл) в течение 24 часов. Затем клеточные лизаты и культуральную среду подвергали Вестерн-блоттингу и анализу PGE2 соответственно. Результаты показали, что AGE заметно увеличивают продукцию PGE2, которая может быть значительно изменена NS398 в клетках MS1 (рис. 5). С другой стороны, мы также исследовали роль RAGE в эффектах, связанных с ВОЗ. Сначала мы проверили влияние AGE на RAGE и зависимые от митохондрий зависимости от апоптоза. Как показано на фиг.6А, AGE значительно увеличивали экспрессию белка RAGE в клетках MS1, которая может быть отменена нейтрализующим антителом RAGE. Затем мы исследовали действие AGE на пути передачи сигналов митохондрий-зависимого апоптоза и влияние нейтрализующего антитела RAGE на этот вызванный AGE-ответ. AGE значительно увеличивали фосфорилирование экспрессии белка p38 MAPK и Bax и уменьшали экспрессию белка Bcl-2, которая могла быть отменена нейтрализующим антителом RAGE (рис. 6B-6D). Кроме того, нейтрализующее антитело NS398 и RAGE значительно подавляло экспрессию AGEs расщепленной каспазы-3 и расщепленного PARP в клетках MS1 (фиг. 7). Предварительная обработка нейтрализующим антителом RAGE (фиг. 8A) или NS398 (фиг. 8B) также может приводить к изменению жизнеспособности клеток MS1, снижающих AGE. Эти данные свидетельствуют о том, что AGE / RAGE индуцировали цитотоксичность и апоптоз МС1, по крайней мере частично, за счет увеличения активации СОХ-2 и продуцирования PGE2.

Клетки MS1 предварительно инкубировали NS398 (ингибитор циклооксигеназы-2, 10 и 20 мкМ) в течение 30 мин, а затем обрабатывали AGE (200 мкг / мл) в течение 24 часов. Бычий сывороточный альбумин (BSA, B, 200 мкг / мл) был как отрицательный контроль. Клеточная культуральная среда, подвергнутая тестированию PGE2, и концентрация PGE2 была нормирована на количество клеточного белка, которому подвергалась кондиционированная среда. Данные представлены как средство ± SEM из трех независимых экспериментов. * P <0,05 против BSA; #p <0,05 против AGE.

Клетки MS1 предварительно инкубировали с нейтрализующим RAGE антителом (5 и 10 мкг / мл) в течение 30 мин и затем обрабатывали AGE (200 мкг / мл) в течение 24 часов. Бычий сывороточный альбумин (BSA 200 мкг / мл) был как отрицательный контроль. Клеточные лизаты иммуноблоттировали для RAGE (A), p38 MAPK (B), Bax (C) и Bcl-2 (D). β-актин служил внутренним стандартом. Показан денситометрический анализ экспрессии белка. Данные представлены как средство ± SEM из трех независимых экспериментов. * P <0,05 по сравнению с бычьим сывороточным альбумином (BSA) 200 мкг / мл; #p <0,05 против AGE 200 мкг / мл.

Клетки MS1 предварительно инкубировали NS398 (10 и 20 мкМ) или нейтрализующее RAGE антитело (10 мкг / мл) в течение 30 мин, а затем обрабатывали AGE (200 мкг / мл) в течение 24 часов. Бычий сывороточный альбумин (BSA, B, 200 мкг / мл) был как отрицательный контроль. Клеточные лизаты иммуноблоттировали для каспазы-3 и PARP (A). β-актин служил внутренним стандартом. Показан денситометрический анализ экспрессии белка (В). Данные представлены как средство ± SEM из трех независимых экспериментов. * P <0,05 по сравнению с бычьим сывороточным альбумином (BSA) 200 мкг / мл; #p <0,05 против AGE 200 мкг / мл.

Клетки MS1 предварительно инкубировали с нейтрализующим антителом RAGE (10 мкг / мл, А) или NS398 (ингибитор СОХ-2, 10 и 20 мкМ, В) в течение 30 мин и обрабатывали AGE (200 мкг / мл) в течение 24 час Бычий сывороточный альбумин (BSA, B, 200 мкг / мл) был как отрицательный контроль. Жизнеспособность клеток анализировали с использованием анализа 3- (4,5-диметилтиазол-2-ил) -2,5-дифенилтетразолия бромида (МТТ). Данные представлены как средство ± SEM из трех независимых экспериментов. * P <0,05 против BSA; #p <0,05 против AGE.

В этом исследовании мы впервые продемонстрировали, что AGE могут индуцировать апоптоз, что привело к снижению жизнеспособности клеток в эндотелиальных клетках поджелудочной железы через сигнальный путь RAGE / NF-κB / COX-2 / PGE2. Эти результаты имеют важное значение для участия индуцированной AGE микрососудистой эндотелиальной цитотоксичности в диабетических островках поджелудочной железы.

Накопление доказательств показало, что ВОЗРАСТЫ индуцируют апоптоз клеток в различных клетках, включая панкреатические β-клетки, эндотелиальные клетки-предшественники и эндотелиальные клетки пупочной вены человека [25-27]. AGE могут связываться с RAGE на мембране эндотелиальных клеток, чтобы инициировать сигнальный каскад (например, стимулирование сигнализации MAPK (p38, ERK1 / 2 или JNK), Rac / Cdc42) и приводят к повышающей регуляции транскрипционного фактора NF-κB и его целевые гены [28]. Было также показано, что AGE могут индуцировать активацию каспазы-3 и апоптоз через сигнальный путь MAPK-NF-κB в клетках эндотелиальных предшественников [26]. Однако исследования об апоптозном эффекте AGE / RAGE на микрососудистых эндотелиальных клетках поджелудочной железы относительно меньше. Результаты настоящего исследования также показали, что NF-κB играет доминирующую роль в качестве фактора транскрипции для эффектов AGE / RAGE при апоптозе в микрососудистых эндотелиальных клетках поджелудочной железы. С другой стороны, активация NF-κB, как известно, индуцирует регуляцию СОХ-2 и способствует воспалительным реакциям. Хотя СОХ-2 экспрессируется на низких уровнях в тканях и клетках, он значительно индуцируется воспалительными стимулами, такими как липополисахарид, цитокины и химические вещества [29]. Считается, что в остриях поджелудочной железы индукция СОХ-2, приводящая к продуцированию PGE2, играет решающую роль в воспалении, разрушении островков и ингибировании секреции инсулина [30, 31]. Предыдущее исследование показало, что специфический воспалительный лиганд RAGE, S100b индуцирует экспрессию COX-2 и активность как в изолированных островках человека поджелудочной железы, так и в диабетических мышах [32]. COX-2, который играет решающую роль в опосредовании воспалительных реакций, регулируется сигнальным путем NF-κB и способствует синтезу простагландинов. Показано, что активированная NF-κB регуляция COX-2 / PGE2, индуцированная β-амилоидом, связана с воспалительной гибелью клеток / апоптозом [11]. Более того, RAGE, как известно, взаимодействует с отдельными классами лигандов, включая AGE и β-амилоид [33]. В настоящем исследовании результаты показали AGE-индуцированную экспрессию белка COX-2 и продукцию PGE2 в эндотелиальных клетках поджелудочной железы. Ингибитор ЦОГ-2 NS398 ингибировал увеличение экспрессии COX-2, продуцирование PGE2 и экспрессию каспазы-3 и расщепление PARP и снижение жизнеспособности клеток с помощью лечения AGE. Мы также обнаружили, что нейтрализующее антитело RAGE значительно подавляет апоптоз и цитотоксичность, вызванную AGE. Эти данные свидетельствуют о том, что NF-κB-активированное повышение активности COX-2 / PGE2 связано с апоптозом эндотелиальных клеток островковых клеток, индуцированных AGE / RAGE.

В настоящем исследовании мы обнаружили, что AGE вызвали активацию NF-κB / COX-2 / PGE2 и индукцию каспазы-3, что привело к апоптозу клеток в островковых микрососудистых эндотелиальных клетках; однако AGE не влияли на экспрессию белков молекул, связанных с напряжением ER. Известно, что реакция ER-стресса представляет собой клеточный процесс, который может быть вызван различными состояниями, нарушая свертывание белков в ER. Накопление доказательств показало, что сигнализация ER-стресса связана с клеточной дисфункцией и гибелью клеток, которые являются основными факторами многих заболеваний [34]. Показано, что ER-стресс-индуцированная гибель клеток играет роль в патогенезе атеросклероза и диабетических макрососудистых осложнений [35]. Недавнее исследование показало, что AGE (AGE-BSA, 100 и 200 мкг / мл) индуцируют связанные с ER стрессовые молекулы, которые коррелируют с повышенным сигналом апоптоза в одни и те же моменты времени в эндотелиальных клетках аорты человека [36]. Результаты настоящего исследования показали, что AGE-BSA (200 мкг / мл) не вызывает ответную реакцию ER-стресса, но значительно индуцирует апоптоз в клетках MS1 клеток микрососудистой линии эндотелиальных клеток поджелудочной железы. В совокупности эти результаты свидетельствуют о том, что сигнализация ER-стресса не может быть вовлечена в апоптоз, индуцированный AGE, в эндотелиальных клетках островков в настоящих экспериментальных условиях.

Инсулинорезистентность и диссекция островковых β-клеток важны в патогенезе непереносимости глюкозы, приводящей к диабету типа 2 [37]. Свидетельства показывают, что ВОЗРАСТЫ являются важными медиаторами β-клеточной дисфункции. Воздействие линий β-клеток поджелудочной железы и первичных культивированных островков от крыс до AGE привело к увеличению апоптоза островковых β-клеток [25]. Эндотелий поджелудочной железы имеет уникальные структурные и функциональные особенности и имеет взаимозависимую физическую и функциональную связь с соседними β-клетками [38]. Таким образом, мы предположили, что дисфункция поджелудочной эндотелиальной клетки также способствовала патогенезу островков при диабете типа 2. Наши результаты показали, что AGE способны индуцировать апоптоз в островковых микрососудистых эндотелиальных клетках. Таким образом, влияние ВОЗРАСТОВ на эндотелиальные клетки поджелудочной железы не только влияет на выживаемость β-клеток в островках, но также способствует разрушению островков, приводя к патогенезу сахарного диабета.

Широко признано, что митохондрии являются важной мишенью в апоптотическом процессе [39]. Недавние данные свидетельствуют о том, что окислительный стресс может спровоцировать гибель митохондриальной апоптотической клетки, связанную с активацией пути MAPK и митохондриальной проапоптотической молекулы Bax-экспрессии [40]. Обширные доказательства подтверждают тот факт, что AGE запускают апоптоз клеток через аналогичный путь передачи сигналов митохондриального каскада. Ши и др. (2013) сообщили, что ВОЗРАСТЫ индуцируют апоптоз эпителиальных клеток роговицы человека посредством активации сигнального пути p38 MAPK / Bax / Bcl-2 [41]. Figarola et al. (2014) также предположили, что метилглиоксаль, реактивный дикарбонильный предшественник AGE, индуцирует апоптоз в человеческих сосудистых эндотелиальных клетках человека путем активации сигнализации MAPK и индукции отношения Bax / Bcl-2 [42]. В настоящем исследовании мы обнаружили, что AGE индуцировали значительное увеличение фосфорилированных p38 MAPK и выражений белка Bax и выраженное ингибирование экспрессии белка Bcl-2 антиапоптотической молекулы в клетках MS1, что указывает на то, что митохондризависимый апоптотический путь может также быть участвующих в апоптозе клеток MS1, индуцированных AGE.

В заключение, это исследование предоставило доказательства для определения клеточной патологической роли ВОЗРАСТЕЙ в эндотелиальных клетках поджелудочной железы. AGE, которые связываются с его рецептором (RAGE), приводят к индуцированию апоптоза клеток через NF-κB-активированный регулятор COX-2 / PGE2. Результаты этого исследования in vitro дают представление о патологических процессах, происходящих в эндотелии поджелудочной железы поджелудочной железы и индуцированной AGE цитотоксичности в островковых микрососудистых эндотелиальных клетках. Необходимы дальнейшие исследования для понимания комплексных эффектов ВОЗРАСТОВ на эндотелий поджелудочной железы поджелудочной железы.

Комментариев нет.

Добавить комментарий

Ваш e-mail не будет опубликован. Обязательные поля помечены *