Нажмите "Enter", чтобы перейти к контенту

Исход экспериментально индуцированного гепатита включения (IBH) птичьими авиаденовирусами (FAdVs) оказывает решающее влияние генетический фон хозяина

The outcome of experimentally induced inclusion body hepatitis (IBH) by fowl aviadenoviruses (FAdVs) is crucially influenced by the genetic background of the host
Источник: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4928300/

В настоящем исследовании гепатит тела включения (IBH) экспериментально индуцировался пероральной инокуляцией двух групп бройлеров, не содержащих патогенных (SPF) бройлеров, и двух групп слоев SPF в дневное время с либо птичьим aviadenovirus (FAdV) -D, либо штамм FAdV-E. Значительное изменение в степени восприимчивости наблюдалось при смертности от 100 и 96% в группах, получавших брызги FAFV-E и D, соответственно, тогда как в группах инфицированных SPF-уровней отмечались смертность только 20 и 8%. Значительные изменения в анализах клинической химии всех инфицированных птиц вместе с гистопатологическими поражениями указывают на нарушение целостности и функций печени и поджелудочной железы. Кроме того, достоверно более низкие концентрации глюкозы в крови регистрировались в пике инфекции в обеих посевных группах бройлера SPF по сравнению с контрольной группой, что соответствовало гипогликемическому статусу. Высокие вирусные нагрузки определялись в печени и поджелудочной железе бройлеров SPF уже через 4 дня после инфицирования (dpi) по сравнению со слоями SPF, что указывает на несколько более быструю репликацию вируса в органах-мишенях. В целом, наибольшие значения были отмечены в поджелудочной железе бройлеров SPF независимо от вируса, используемого для инфекции. Фактическое исследование дает новое представление о патогенезе IBH, болезни, развивающейся к метаболическому расстройству, к которой бройлеры SPF были очень восприимчивы. Следовательно, это первое исследование, в котором сообщается о значительной повышенной восприимчивости цыплят-бройлеров SPF к экспериментально индуцированному IBH в прямом сравнении с уровнями SPF.

Онлайн-версия этой статьи (doi: 10.1186 / s13567-016-0350-0) содержит дополнительный материал, доступный для авторизованных пользователей.

Птицы-авиаденовирусы (FAdVs) относятся к роду Aviadenovirus в семействе Adenoviridae, будучи далее разделены на пять видов, обозначенных FAdV-A-E [1]. На протяжении многих лет многие сообщения устанавливали причинность между штаммами видов FAdV-A, FAdV-C и FAdV-D вместе с FAdV-E со специфическими заболеваниями у кур, такими как аденовирусная эрозия желудочно-кишечного тракта (AGE), синдром гепипатита гидропекарда (HHS) и гепатит тела включения (IBH), соответственно [2].

За последние 10 лет вспышки IBH были зарегистрированы в разных географических регионах, что подчеркивает широкое распространение FAdV во всем мире [3-8]. В области IBH сообщается в основном из коммерческих бройлерных стад (мясодобывающих цыплят), которые ответственны за серьезные экономические потери из-за повышенной смертности в сочетании со сниженной производительностью в стадах [2]. Тем не менее, экспериментальные исследования in vivo преимущественно проводились в специфических беспилотных (SPF) белых слоях лихорна (яйцеводческих цыплят), которые являются экспериментальной моделью для изучения инфекции.

В недавнем исследовании мы смогли продемонстрировать влияние вирулентных штаммов FAdV-D и E на разные ферментные системы и концентрации метаболитов в плазме орально привитых дневных цыплят SPF-слоя из-за инфекции печени и поджелудочной железы в качестве органов-мишеней [9]. Следовательно, можно предположить, что хозяева с различными метаболическими действиями различаются по своей восприимчивости к инфекции. Поэтому целью настоящего исследования было охарактеризовать и сравнить восприимчивость цыплят бройлеров SPF и SPF к экспериментально индуцированному IBH с помощью штаммов FAdV-D и E.

В настоящее время штаммы FAdV, используемые в настоящем исследовании-08/18 926 и 13/18 153, были выделены из образцов печени бройлеров во время недавних вспышек IBH в Европе и были генотипированы как принадлежащие к видам FAdV-D и E соответственно [4, 8]. Вирусы три раза очищали бляшками и размножали в культурах клеток первичной куриной эмбриональной печени (CEL), как описано в другом месте [10]. Титры определяли по методу титрования конечной точки [11], а для заражения птиц использовался титр 107 медианной культуры культуральной дозы (TCID50) на мл. Была проведена полимеразная цепная реакция (ПЦР) и обратная транскрипция-ПЦР для подтверждения отсутствия заражений вирусом куриной анемии и птичьего реовируса соответственно. Патогенность штаммов была охарактеризована in vivo путем инокуляции цыплят белого цыплят SPF у дневного возраста [9].

На наших объектах инкубировали эмбриональные яйца бройлера SPF (Animal Health Service, Deventer, Нидерланды) и яйца SPF (VALO, Lohmann Tierzucht GmbH, Куксхафен, Германия). После вылупления цыплят индивидуально помечены подкожно (Swiftack, Heartland Animal Health Inc., Fair Play, США) и разделены на шесть групп: три группы из 27 цыплят-бройлеров SPF (группы B0-2) и три группы из 20 птенцов слоя SPF (группы L0-2). Группы были размещены отдельно в изоляторах (Montair Andersen bv, HM 1500, Sevenum, Netherlands) при отрицательном давлении, где корм и вода были доступны ad libitum на протяжении всего эксперимента на животных. В первый день жизни измеряли массу тела всех птиц, а птиц из групп L1 и B1, а также из групп L2 и B2 устно инокулировали 0,5 мл штаммов 13/18 153 и 08/18 926 соответственно, в то время как птицы из групп L0 и B0 оставались неизолированными (табл. 1). Все птицы ежедневно контролировались, и индивидуальная оценка была дана на основании клинических признаков: 0-активных без неблагоприятных клинических признаков; 1 — слегка слабый с опущенными крыльями; 2-депрессия с опухшими культурами; 3-слабый, апатичный, с взъерошенными перьями и неохотно двигается; 4-апатичный, неспособный двигаться или стоять, сильно дышать, закрыв глаза. Эвтаназия применялась к птицам, клинически оцениваемым с наивысшим показателем. Вес тела всех птиц измеряли через 4, 7, 10, 14 и 21 день после инфицирования (dpi). Кроме того, при 4 dpi четыре случайно выбранных птицы каждой группы были взяты из крови, подвергнуты эвтаназии и вскрытию (таблица 1). Такую же процедуру выполняли на 7, 10, 14 и 21 т. Д. В группах L1, L2 и L0, тогда как в группах B1 и B2 кровь была собрана у пяти птиц в плохом состоянии, до эвтаназии и последующего вскрытия — от 5 до 7 т / д. В группе B0 отбирали пять и восемь случайно выбранных птиц, подвергали эвтаназии и вскрывали соответственно 7, 10 и 14 или 21 dpi. Таблица 1
Экспериментальный дизайн и смертность птиц после пероральной инокуляции штаммами FAdV

Две группы бройлеров SPF (B1-2) и две группы слоев SPF (L1-2) инокулировали в дневное время с помощью штамма FAdV-D или -E, тогда как одна группа бройлеров SPF (B0) и одна группа слоев SPF (L0) оставались неинфицированными. Птицы регулярно подвергались эвтаназии и отбирали по 4, 7, 10, 14 и 21 dpi. В группах B1 и B2 отбирали пять птиц с тяжелыми клиническими признаками от 5 до 7 т / д.

Птицы считаются мертвыми или должны быть подвергнуты эвтаназии из-за плохого состояния.

Непригодный.

контрольная группа.

Испытание на животных было обсуждено и одобрено комитетом по этической этике и национальным органом в соответствии со статьей 26 Закона об экспериментах на животных, Tierversuchsgesetz 2012-TVG 2012, номер лицензии: bmwf GZ 68.205 / 0041-WF / II / 3b / 2014.

Предшествующую эвтаназию кровь собирали из яремной вены птиц в гепариновые трубки (VACUETTE®, Greiner Bio-One, Kremsmünster, Austria) и центрифугировали при 1780 rcf в течение 12 минут. Затем плазму отделяли, а значения следующих анализов клинической химии исследовали с помощью полностью селективного клинического анализа химии (Cobas 501c®, Roche Diagnostics, Vienna, Austria): общий белок, альбумин, аспартат-аминотрансфераза (AST), глутаматдегидрогеназа (GLDH ), желчные кислоты, мочевая кислота, липаза и глюкоза. Все анализы применялись в соответствии с рекомендациями производителя (дополнительный файл 1). Контроль качества выполнялся путем анализа двух уровней контрольного материала перед каждым прогоном.

Все эвтаназированные и мертвые птицы на протяжении всего эксперимента были исследованы с помощью вскрытия, и были зарегистрированы грубые поражения в печени, поджелудочной железе, бурсе Фабриция и почках. Образцы этих органов были дополнительно собраны для гистопатологических исследований. Кроме того, были собраны образцы печени и поджелудочной железы, чтобы определить вирусную нагрузку в ПЦР в реальном времени.

Образцы печени, поджелудочной железы, бурсы Фабриция и почки фиксировали в 4% нейтральном буферном формалине и внедряли в парафиновые блоки. Тканевые секции толщиной 4 мкм были приготовлены с использованием микротома (Microm HM 360, Microm Laborgeräte GmbH, Walldorf, Германия), смонтированного на стеклянных горках и окрашенных гематоксилином и эозином.

ДНК экстрагировали из 25 мг ткани печени и поджелудочной железы у четырех птиц групп L1 и L2 при 4, 7 и 10 т / д и у четырех и пяти птиц в 4 и 5-7 dpi соответственно групп B1 и B2. Для этого в соответствии с инструкциями производителя использовались набор крови и ткани DNeasy (Qiagen, Вена, Австрия). Выделенную ДНК хранили при -20 ° С до использования. Для определения вирусной нагрузки проводили синтез ПЦР в реальном времени на основе SYBR Green с праймерами, отжигающими в высококонсервативной области 52 K, как описано Günes et al. [12]. ПЦР в реальном времени проводили на термоциклере Rotor-Gene Q (Qiagen, Hilden, Germany) с использованием двухцепочечного ДНК-связывающего красителя с набором PCR Rotor-Gene SYBR Green (Qiagen). На этапе отжига / расширения данные собирали, а затем анализировали в программном обеспечении Rotor-Gene Q 1.7 (Qiagen). Стандартные кривые были получены путем приготовления 10-кратных серийных разведений линеаризованной плазмиды, содержащей частичный ген 52 K штамма FAdV-D (SR49), и выполнялись два раза в двух экземплярах. Во время подготовки проб и проведения ПЦР в реальном времени были включены отрицательный контроль экстракции и контроль шаблонов (NTC) для мониторинга возможных загрязнений. Количество копий вирусных геномов на реакцию рассчитывали путем сравнения значений порогового цикла (КТ) исследуемых образцов со стандартными кривыми. Оценка специфичности продуктов ПЦР в реальном времени была выполнена путем анализа кривой плавления вместе с разделением продуктов амплификации электрофорезом.

Испытание Шапиро-Вилка проводилось вместе с визуальным осмотром гистограмм, нормальных участков Q-Q и оценкой значений перекоса и эксцесса z, чтобы подтвердить нормальные допущения распределения данных в каждой группе. Данные вирусной нагрузки были преобразованы в журнал, чтобы соответствовать предположениям о нормальности. Кривые выживания оценивались по методу Каплана-Мейера, в котором подвергались цензуре регулярно убитые птицы. Для анализа значимости различий в коэффициентах выживаемости было проведено парное сравнение по критерию логарифмического ранжирования. Данные о выживаемости были представлены с точки зрения совокупной смертности (1 минус выживаемость). Непарный t-тест использовался для сравнения массы тела и результатов клинической химии у каждой инфицированной группы с соответствующей контрольной группой в каждый момент времени. Статистические различия в отношении вирусной нагрузки в печени и поджелудочной железе между бройлерами и слоями, инфицированными одним и тем же штаммом в каждый момент времени, были исследованы односторонним ANOVA, которым удалось провести парные сравнения с использованием поствекторного теста Габриэля. Во всех случаях при Р <0,05 предполагались значительные различия. Данные были проанализированы с помощью статистического программного пакета SPSS версии 22 (IBM SPSS Statistics, IBM Corporation, Armonk, New York, USA).

Конкретные не содержащие патогенов цыплята-бройлеры из групп B1 и B2 показали тяжелые клинические признаки, начинающиеся с 4 точек на дюйм, с высокими клиническими показателями, достигающими 6 точек на дюйм (рисунок 1A). Состояние бройлеров SPF было очень быстро снижено, а значительная смертность в 100 и 96% была зафиксирована между 5 и 6 т / д в группе B1 и 5-7 dpi в группе B2 соответственно (рисунок 1B). Кроме того, было установлено, что масса тела инокулированных бройлеров SPF была значительно ниже при 5-7 dpi по сравнению с массой тела бройлеров SPF из контрольной группы (B0) (рисунок 1C). Рисунок 1
Средний клинический балл, кумулятивная смертность и средняя разница в массе тела. A Зараженные птицы, принадлежащие к группам L1, B1, L2 и B2, были индивидуально оценены на основании следующих клинических признаков: 0-активных без клинических признаков; 1 — слегка слабый с опущенными крыльями; 2-депрессия с опухшими культурами; 3-слабый, апатичный, с взъерошенными перьями и неохотно двигается; 4-апатичный, неспособный двигаться или стоять, сильно дышать, закрыв глаза. В каждый момент времени рассчитывали среднее значение клинической оценки каждой группы. Все клинические признаки наблюдались от 4 до 9 т / д. Никаких клинических признаков у контрольных птиц не наблюдалось. B Коэффициенты смертности (%), зарегистрированные в группах L1, B1, L2, B2, L0 и B0 на протяжении всего эксперимента на животных. Кривые смертности с различными строчными буквами существенно различаются (P <0,05). C Средние различия в массе тела (%) инфицированных птиц, принадлежащих к группам L1, B1, L2 и B2 по сравнению с соответствующей контрольной группой (L0 или B0), на 1, 4, 7, 10, 14 и 21 dpi. Значения групп B1 и B2 при 7 dpi соответствуют объединенным птицам, которые были подвергнуты эвтаназии и отбирались между 5 и 7 т / д из-за плохого состояния. Звездочки указывают статистически значимую разницу (P <0,05). Начиная с 7 т / д не было бройлеров SPF, живых в группах B1 и B2.

У конкретных курильщиков, не содержащих патогенных микроорганизмов, были более мягкие клинические признаки по сравнению с бройлерами, от 6 до 9 т / д, и достигли пика при 7 dpi в обеих группах L1 и L2 (рисунок 1A). В этих группах смертность 20 и 8% регистрировалась между 6 и 8 или 9 т / д соответственно, что было значительно ниже по сравнению с обеими группами В1 и В2 (рис. 1В). Более того, значительно больший вес тела наблюдался у птиц из группы L1 при 7 dpi и у птиц из обеих групп L1 и L2 при 10 и 14 т / д при сравнении с контрольной группой (L0) (рисунок 1С).

Никакие клинические признаки и смертность не регистрировались в контрольных группах (L0 и B0).

Во всех цыплятах-бройлерах SPF из групп B1 и B2, убитых при 4 dpi, набухание печени было самым заметным нахождением во время вскрытия. Кроме того, мелкие некротические очаги присутствовали в печени одной птицы из группы B2. В этот момент времени никаких других повреждений не было зарегистрировано. Кроме того, в слоях SPF не наблюдалось патоморфологических поражений. Тем не менее, все мертвые и убитые птицы зараженных групп от 5 до 9 точек на дюйм, независимо от штамма хозяина и вируса, представляли опухшие мраморные печень с цветом от желтого до коричневого. Кроме того, набухшие почки наблюдались во время вскрытия двух цыплят SPF-слоя (один был найден мертвым и один убит) из группы L1 при 7 dpi, тогда как в бройлерах SPF в почках не было обнаружено никаких повреждений.

Больших повреждений не наблюдалось в других органах. Кроме того, макроскопические изменения не наблюдались в органах у птиц контрольных групп (L0 и B0).

Хотя микроскопические повреждения уже наблюдались при 4 т / д, наиболее тяжелые гистологические изменения у инфицированных птиц регистрировались при 5-7 dpi, когда крупные базофильные клетки внутриядерного включения наблюдались соответственно в гепатоцитах и ​​ацинарных клетках печени и поджелудочной железы вместе с большими областями клеточной дегенерации и некроза (дополнительный файл 2). В совпадении с этим области инфильтрации лимфоцитов были обнаружены в печени и поджелудочной железе птиц из групп L1 и L2. Истощение лимфоцитов в бурсе Фабрициуса наблюдалось у всех птиц из группы B2 и у 1 и 2 птиц из групп L1 и B1 соответственно, тогда как признаки атрофии бурсы Фабрициуса наблюдались у каждой птицы по 1 птице из групп B1, L2 и B2 при 5-7 dpi.

При 10 dpi области инфильтрации лимфоцитов в печени и поджелудочной железе наблюдались у всех птиц из групп L1 и L2, причем очень мало птиц, представляющих небольшие участки некроза в печени и поджелудочной железе.

Никаких гистологических изменений в почках не наблюдалось. Кроме того, в органах у птиц контрольных групп (L0 и B0) не было обнаружено никаких микроскопических повреждений.

Результаты клинической химии представлены в таблице 2 и рисунке 2. Общий плазматический белок был значительно изменен в группе B1 при 5-7 dpi и в группе L2 при 14 dpi, был ниже на первом и выше в последней точке выборки при сравнении к их соответствующей контрольной группе. Уровни плазматического альбумина были значительно ниже при 5-7 dpi во всех инокулированных группах по сравнению с уровнями, наблюдаемыми в соответствующей контрольной группе. Таблица 2
Аналитические анализы. Средства и стандартные отклонения общего белка, альбумина, АСТ, GLDH, желчных кислот, мочевой кислоты и липазы, измеренных в плазме орально инокулированных слоев SPF и бройлеров SPF из групп L1, B1, L2, B2, L0 и B0 при 4, 7 , 10, 14 и 21 день после заражения (dpi).

Начиная с 10 т / д не было бройлеров SPF, живых в группах B1 и B2. Все погибшие и убитые птицы в каждый исследуемый момент времени каждой группы (таблица 1) были включены.

aDay после заражения.

bData от объединенных птиц, которые были подвергнуты эвтаназии от 5 до 7 т / д из-за плохого состояния.

cStatistical значительная разница-P <0,05 по сравнению с соответствующей контрольной группой (L1 и L2 по сравнению с L0, B1 и B2 по сравнению с B0).

Концентрация глюкозы в крови. Средство и стандартные отклонения значений концентрации глюкозы в крови (мг / дл) SPF-слоя и цыплят-бройлеров SPF от групп L1, B1, L2, B2, L0 и B0 при 4, 7, 10, 14 и 21 dpi. Значения групп B1 и B2 при 7 dpi соответствуют объединенным птицам, которые были подвергнуты эвтаназии и отбирались между 5 и 7 т / д из-за плохого состояния. Начиная с 7 т / д не было бройлеров SPF, живых в группах B1 и B2. Все погибшие и убитые птицы в каждый исследуемый момент времени каждой группы (таблица 1) были включены. Звездочки указывают статистически значимую разницу по сравнению с соответствующей контрольной группой (L0 или B0) (P <0,05).

Два фермента печени были измерены в плазме птиц. АСТ и активность GLDH- и АСТ были значительно выше при 5-7 dpi в группах B1, L2, B2 по сравнению с соответствующим контролем. При 7 т / д, высокие значения АСТ наблюдались также в группе L1, однако существенной разницы не было найдено. При значениях 10 и 14 т / д значительно превышали значения в группах L1 и L2 соответственно по сравнению с контрольной группой (L0). Было обнаружено, что значения GLDH очень высокие при 5-7 dpi в группах L1, B1 и B2, при 10 dpi в группе L1 и 14 dpi в группе L2. Однако существенные различия с соответствующим контролем были обнаружены только при 5-7 dpi в группе B1.

Значительные изменения наблюдались на уровнях метаболитов, измеренных в плазме. Концентрация кальциевых кислот была значительно увеличена при 5-7, 10 и 14 т / д в группах B1, L2 и B2, группах L1 и L2 и группе L2, соответственно. Уровни плазматической мочевой кислоты были значительно ниже при 4 dpi в группах L1 и L2 по сравнению с контрольной группой L0.

Активность липазы была очень высокой во всех инокулированных группах при 5-7 dpi, значительно увеличивалась в группах B1, L2 и B2. При активности липазы в течение 10 мкл достоверно и незначительно увеличивались в группах L1 и L2 соответственно.

Уровни плазматической глюкозы были незначительно увеличены при 4 dpi в группе B2 и значительно уменьшились на 5-7 dpi в группах B1 и B2 по сравнению с контрольной группой B0 (рисунок 2).

При 4 т / д вирусная нагрузка в печени птиц из обеих групп B1 и B2 была значительно выше по сравнению с группой L2 и не была значительно выше, чем в группе L1 (рисунок 3A). При 7 т / д вирусная нагрузка, достигшая пика в печени птиц из групп L1 и L2, и копии вирусных геномов на реакцию в этих группах были значительно выше по сравнению с группами B1 и B2 при 5-7 dpi.
Вирусная нагрузка в печени и поджелудочной железе. Средство и стандартные отклонения копий вирусного генома на одну реакцию (log10) в печени (A) и (B) поджелудочной железы устно-инокулированного SPF-слоя и цыплят-бройлеров SPF из групп L1, B1, L2 и B2 при 4, 7 и 10 т / д количественно ПЦР в реальном времени. Значения групп B1 и B2 при 7 dpi соответствуют объединенным птицам, которые были подвергнуты эвтаназии и отбирались между 5 и 7 т / д из-за плохого состояния. Все погибшие и убитые птицы в каждый исследуемый момент времени из каждой группы (таблица 1) были включены. Отрицательные результаты обозначаются §. Не было бройлеров SPF, живущих при 10 dpi (¥). Средние значения с разными строчными буквами в каждый момент времени существенно различаются (P <0,05).

В поджелудочной железе были обнаружены высокие нагрузки вирусной ДНК в обеих группах B1 и B2 при 4 и 5-7 dpi, что значительно выше по сравнению с группами L1 и L2 (рисунок 3B). Кроме того, вирусная нагрузка поджелудочной железы птиц из группы L1 была выше по сравнению с группой L2 при 4 и 7 dpi.

В недавнем исследовании мы использовали пять полевых штаммов FAdV, принадлежащих к видам FAdV-D и E, для перорального инокуляции отдельных групп дневных цыплят белого личинки SPF и была создана панель биомаркеров на основе клинической химии, которая коррелировала с патогенностью FAdV штаммы и патогенез IBH [9]. Было показано, что патогенные штаммы FAdV способны влиять на концентрацию ферментных систем и метаболитов, которые связаны с функциями печени и поджелудочной железы.

В соответствии с вышеупомянутыми исследованиями цель настоящего исследования заключалась в том, чтобы сравнить и оценить влияние генетического фона хозяина на исход инфекции FAdV с учетом различного метаболизма и скорости роста между мясными (бройлерами SPF) и яйца (SPF слоев) цыплят. Для этого были выбраны два ранее испытанных штамма FAdV-D и E на основе их патогенности в слоях SPF [9]. Независимо от вируса, используемого для заражения в настоящем исследовании, значительная смертность, приближающаяся к 100% вместе с тяжелыми клиническими признаками, была зарегистрирована в зараженных бройлерах SPF, существенно отличающихся от результата заражения в слоях SPF. Однако зарегистрированная смертность в слоях SPF была значительно ниже по сравнению с результатами, которые мы ранее сообщали, следуя той же процедуре инокуляции [9]. В предыдущем исследовании возникновение неспецифической смертности в течение первой недели жизни вместе с более низкой массой тела контрольных птиц на протяжении всего эксперимента животного по сравнению с контрольными SPF-слоями настоящего исследования (данные не показаны), указывает на снижение качества и работоспособности цыплят, что, возможно, повлияло на исход инфекции. Тем не менее, для проверки этой гипотезы необходимы дальнейшие исследования.

Предыдущие исследования по патогенности проводились в основном у кур с кусковыми типами, а смертность 30-50% была зарегистрирована, когда птицы были инокулированы естественными путями с аналогичной дозой вирулентного штамма IBH [5, 9, 13-15], следовательно, значительно ниже, чем смертность, зарегистрированная в группах привитых SPF бройлеров текущего исследования. Генетически разные цыплята использовались ранее для исследования IBH в экспериментальных исследованиях [16-20]. Однако почти во всех этих исследованиях использовались бройлеры коммерческого происхождения, серологический статус которых по отношению к материнским антителам против FAdV был либо положительным, либо неизвестным [16, 18-20]. Исключительно этому, Кук [17] использовал разные породы цыплят SPF и происхождения, не относящиеся к SPF, для изучения влияния хозяина, возраста и пути инокуляции на исход инфекции FAdV. В результате цыплята SPF Light Sussex были очень восприимчивы к этой инфекции по сравнению с цыплятами SPF Rhode Island Red, причем смертность составила 67 и 33%, соответственно, после внутрибрюшинной инокуляции в дневное время. Тем не менее, в исследовании не использовались цыплята-бройлеры. В отличие от этого, Alvarado et al. [20] использовали бройлеры и слои происхождения SPF вместе с бройлерами от вакцинированных селекционеров для исследования патогенности штамма FAdV-E и сообщали о различных смертях у бройлеров SPF (40%) и SPF-слоев (20%) после подкожной инфекции в неделю. Однако исследование не фокусировалось на выяснении механизмов этих различий в восприимчивости, что затруднялось бы тем, что использовался путь подкожной инфекции. Таким образом, это первое исследование, в котором сообщается о значительной восприимчивости цыплят-бройлеров SPF после устного заражения штаммами FAdV, принадлежащих к видам FAdV-D и E, в прямом сравнении с слоями SPF и разгадать фон этого явления.

Поэтому в ходе фактического исследования были проведены дальнейшие исследования для выяснения патогенеза IBH в целом и влияния метаболизма птиц. Печень и поджелудочная железа являются важными органами-мишенями для FAdVs [9], и поэтому концентрация глюкозы в крови была определена у всех птиц на протяжении всего исследования, так как метаболизм глюкозы является хорошим показателем для функций печени и поджелудочной железы [21]. Недавнее исследование показало, что цыплята из линий, разведенных для высокой массы тела несовершеннолетних, имеют нарушенный гомеостаз глюкозы и другую физиологию поджелудочной железы по сравнению с цыплятами с низкой массой тела несовершеннолетних [22]. В текущем исследовании значительно снижались концентрации глюкозы в крови в обеих посевных группах бройлеров SPF во время пика инфекции по сравнению с контрольной группой, что соответствует гипогликемическому статусу в соответствии с ранее установленными интервалами [21, 23]. Похоже, что IBH, к которому бройлеры очень восприимчивы, развивается к метаболическому расстройству. Кроме того, значительные изменения в анализах клинической химии, измеренные в плазме инфицированных птиц, подтвердили повреждение тканей и функциональное нарушение как печени, так и поджелудочной железы, которые были дополнительно подтверждены гистопатологическими исследованиями. В полевом исследовании Гудвин и др. [24] сообщают о наличии аденовирусных тел включения в печени, поджелудочной железе и тонком кишечнике гипогликемических цыплят-бройлеров из стада, страдающего от смертельной смертности, к которой сравниваются результаты настоящего экспериментального исследования. Глюкоза вместе с бикарбонатом натрия и кальцием когда-то была эффективной в качестве поддерживающего лечения во время вспышки IBH, в которой цыплята-бройлеры страдали от гипогликемии, метаболического ацидоза и гипокальциемии [25], подчеркнув потенциал инфицирования FAdV для развития метаболических нарушений. Можно предположить, что уровень глюкозы в крови инфицированных птиц уменьшится из-за апатии и анорексии вместе с мальабсорбцией, связанной с продолжающимся панкреатитом, вызванным инфекцией. Однако во время кратковременных периодов голодания концентрация глюкозы в крови у гранулированных птиц поддерживается гликогенолизом печени, в котором глюкагон — гормон, продуцируемый альфа-клетками поджелудочной железы, играет важную роль регулятора [21]. Поэтому тяжелые поражения печени и / или поджелудочной железы могут способствовать нарушениям в гомеостазе глюкозы. Недавно было продемонстрировано, что у птиц с обширными поражениями поджелудочной железы, вызванных экспериментальной инфекцией с низкопатогенными вирусами птичьего гриппа (LPAIVs), наблюдалась гипергликемия, а не гипогликемия, как это было отмечено в нашем исследовании [26, 27]. Для сравнения, индуцированная FAdV IBH сильно влияет не только на поджелудочную железу, но и на печень птиц, предотвращая механизмы компенсации. Тем не менее, дальнейшие исследования будут представлять интерес для полного решения этой проблемы.

В дополнение к изменениям в печени и поджелудочной железы, поражения в почках были описаны на протяжении всех лет в результате экспериментальных инфекций FAdV [9, 15, 28-30]. Почки в основном ответственны за удаление мочевой кислоты из крови, и поэтому концентрации, превышающие 13 мг / дл, указывают на нарушение функции почек [21]. Это не имело место в настоящем исследовании, и, по сути, концентрация плазматической мочевой кислоты была значительно ниже только в группах инфицированных SPF-слоев при 4 dpi при сравнении с контрольной группой. Это скорее может быть истолковано как следствие печени, а не почек, так как печень очень ответственна за производство мочевой кислоты [21]. Поэтому результаты настоящего исследования не свидетельствуют об ухудшении функции почек из-за инфекции FAdV, подтверждая наши ранее опубликованные данные [9]. В соответствии с этим в ходе гистологического исследования в почках не наблюдалось никаких повреждений, несмотря на опухшие почки, отмеченные во время вскрытия у двух птиц. Хотя гломерулонефрит был предложен в качестве основной причины макроскопических изменений в почках бройлеров, страдающих IBH в области [31], прямая связь между FAdVs и гломерулонефритом до сих пор не была продемонстрирована у экспериментально инфицированных птиц. Оценивая размер клубочков и клеточность в почках экспериментально зараженных FAdV птиц гистоморфометрическими исследованиями, было бы интересно проверить эту гипотезу.

В наших предыдущих исследованиях мы стремились установить связь между вирусной нагрузкой в ​​органах-мишенях с гистопатологическими и макроскопическими поражениями, клинической химией и клиническими признаками у кур, экспериментально инфицированных FAdVs, хотя были изучены различные заболевания, и не все параметры были исследованы при одном и том же времени [9, 32]. В настоящем исследовании очень высокие нагрузки вирусной ДНК были замечены уже при 4 dpi как в печени, так и поджелудочной железе инфицированных бройлеров SPF, предшествующих наступлению тяжелых клинических признаков и высокой смертности вместе с серьезными изменениями в клинической химии и гистопатологических поражениях. Таким образом, эти данные свидетельствуют о том, что FAdVs быстрее реплицируются как в печени, так и поджелудочной железе бройлеров по сравнению со слоями, гармонируя с результатом инфекции. Кроме того, независимо от вируса в поджелудочной железе бройлеров были определены гораздо более высокие вирусные нагрузки по сравнению с печенью в течение всего эксперимента, что не наблюдалось в слоях. Это подчеркивает важность поджелудочной железы как органа-мишени для FAdV с его решающей функцией в контексте замеченного метаболического расстройства.

В заключение, это первое исследование, в котором сообщается о значительном различии в восприимчивости цыплят-бройлеров SPF к оральной инфекции штаммами FAdV, принадлежащих к видам FAdV-D и E, в прямом сравнении с уровнями SPF, подчеркивая важность генетического фона хозяин по результату инфекции FAdV. Кроме того, во время пика инфекции SPF бройлеры страдали от гипогликемии, в которой тяжелые поражения печени и поджелудочной железы, казалось, играли важную роль. Поэтому мы предлагаем, чтобы инфекции FAdV, к которым цыплята-бройлеры очень восприимчивы, могут приводить к нарушениям обмена веществ. Тем не менее необходимы дальнейшие исследования, чтобы лучше понять патогенез IBH у бройлеров и участие печени и поджелудочной железы в нарушениях метаболизма с помощью FAdVs.

10,1186 / s13567-016-0350-0
 Наборы и методы, используемые для исследования клинических анализов химии в плазме птиц. В плазме птиц в разные моменты времени были исследованы полный белок, альбумин, аспартатаминотрансфераза (АСТ), глутаматдегидрогеназа (GLDH), желчные кислоты, мочевая кислота и липаза с помощью полностью избирательного клинического анализа химии (Cobas 501c®, Roche Diagnostics, Вена, Австрия).

10,1186 / s13567-016-0350-0
 Гистопатологические данные у инфицированных птиц в разные моменты времени. Гистопатологические поражения, зарегистрированные в печени, поджелудочной железе и бурсе Фабриция инфицированных птиц из групп L1, B1, L2 и B2 при 4, 7 и 10 dpi. Никаких гистопатологических изменений в почках не наблюдалось. Кроме того, микроорганизмы не наблюдались в органах у птиц контрольных групп.

аденовирусная эрозия желудка

аспартат аминотрансфераза

печень куриного эмбриона

пороговый цикл

птичий авиаденовирус

глутаматдегидрогеназа

синдром гепатита гидропекарда

гепатит включения

контроль отрицательного шаблона

полимеразной цепной реакции

СПФ-ТЕХНОЛОГИИ

медиана тканевой культуры инфекционная доза

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих интересов.

MH, BG и MM участвовали в разработке исследования. MM и BG провели эксперимент на животных. MM и DL провели гистопатологический анализ. ММ провела исследования вирусной нагрузки методом ПЦР в реальном времени, статистический анализ и подготовила рукопись. Все авторы прочитали и утвердили окончательную рукопись.

Авторы хотели бы поблагодарить профессора д-ра Илсу Швенденвейн из Платформы клинической патологии Департамента патобиологии Университета ветеринарной медицины Вены за клинический анализ химии.

Комментариев нет.

Добавить комментарий

Ваш e-mail не будет опубликован. Обязательные поля помечены *